发布时间 : 星期三 文章良好的实验动物给药和采血（包括途径和体积）规范指南更新完毕开始阅读
度(RDW)。在24小时内的取血体积占体重大约为250g的雄性和雌性SD大鼠(n=7)的循环血容量的7.5%、10%、15%和20%(按0.3-ml等分)以模拟动力学研究。随后对动物进行追踪观察，总共29天。
结果表明所有这些指标恢复到基线水平所花的时间存在相当大的差异，其中取血时间占循环血容量的15%和20%的动物组中的某些指标(MCV, RDW)在29天后未能恢复到基线水平。此处推荐的针对多次采血的恢复时间是指所有采血组中的大鼠恢复到正常水平(每只大鼠的初始水平加减10%)所耗的时间。推荐单次采血(如常规毒性研究要求如此)的体积不应超过循环血容量的15%，因为如果采血过快可能引起失血性休克。多次少量采血不大可能产生类似的急性效应。
表4反映了极限体积和足够的恢复期并且考虑了多次采血后的应激性，整体严重性评估中的其它过程除外。该表着重于单次和多次采血体系。建议对毒性研究动物给予额外的恢复时间，因为在此类研究中必须严格评价血液学指标。
计划采用较高的体积(占循环血容量的20%)以利于毒代或药代动力学的连续性采血，此处通常要求多次、少量取样。但是，应该记住如此大体积采血对血液动力学的重大影响，可能影响半衰期的计算。如果最后一次采样在处死动物的24小时内则有可能对终末半衰期进行评估。这些数据不包括最后一个样本，该样本为当动物最终被麻醉时能够被采集的一个样本。未考虑使用血液代用品，因为在推荐的采血体积下不允许使用此类人为干预。
采用表4中的数据得到不会明显干扰动物正常生理的采血体积的简易参考指南，见表5。 采血部位
静脉穿刺和静脉切开的部位主要考虑用于啮齿类动物和家兔。根据采血程序的技术进展对该信息进行了总结；每种种属的采血部位的优势和缺点见表6，重复采样的推荐部位总结于表7。
值得注意的是从不同部位采集的样品在临床病理数据方面可能有所不同，且对历史数据库有影响。对于更加传统的采血途径，可从标准文献中找到方法学描述。但是，对需要特别提及的其它方法综述如下。
跗外侧静脉(隐静脉)：该技术已经在许多实验动物中应用，包括大鼠、小鼠、仓鼠、沙鼠、豚鼠、雪貂、水貂以及体型较大的动物，可以采集占循环血容量5%的血量。该方法不要求麻醉，因此特别适用于重复采血，如药代动力学研究。隐静脉在跗骨关节的旁边，当刮去被毛并用酒精擦拭后很容易看见。将动物置于合适的固定器上，比如塑料试管，操作者分开动物的后肢。在关节上轻轻施压则该静脉凸起，然后采用能够满足快速取血而不会引起溶血的最小号的针头刺入血管(如25–27G针头适用于大鼠和小鼠)。对少量采血而言，可以采用简单的刺伤从而在刺伤部位快速形成血滴，此时可使用微量血细胞比容试管收集标准体积的血液。采血后，在刺伤部位施加足够的压力以止血。剥去结痂可连续取血。
除顽固性(很少)出血外，目前看来没有并发症报道，该方法的优势在于不需麻醉。即使没有根据体重增长、昼夜活动规律、行为等进行过有关动物福利的研究，但看来该途径不大可能严重影响动物的健康。
耳缘静脉/耳中央动脉：从耳缘静脉采血最常用于家兔和豚鼠。该途径也可在小型猪中选用，通常与静脉内套管结合使用。必须进行良好的固定，在采血前大约20–30分钟应用局麻膏剂有助于防止针头穿透皮肤时动
物头部出现摇摆。也可用凡士林涂在静脉的表面，然后刺破静脉用试管收集血液。如果取血量较大，则可通过家兔耳中央动脉取血，但取后必须按压至少2分钟以止血和防止血肿。持续性放血5和10分钟后应对动物进行检查。使用留置套管能够重复从该动脉采血，因此有利于超过8小时的动力学研究。
舌下静脉：该操作在啮齿类动物如大鼠中易于进行且适合于较大体积(如0.2–1 ml)的频繁性采血，仅受限于采血体积和必要的重复性麻醉。一种简化的方法避免了以前的方法中所见到的缺点且能够用于重复性采血。大鼠麻醉后，由助手握持住大鼠，使其处于仰卧位。聚拢颈背部松弛皮肤以便部分阻塞静脉血从头部回流。第二名操作者用顶端被棉花包裹的涂抹棒轻轻拉出舌头，用拇指和食指抓住舌头，用23–25G皮下注射针头刺破舌下静脉之一(中线的左右侧各有一根舌下静脉)，尽可能靠近舌尖。将大鼠翻转以便于血液流入试管中，采集到需要量的血后，松开施加在后颈部的压力，将动物置于仰卧位。再次将舌头拉出用顶端被干棉花包裹的涂抹棒止血；通常没有必要使用任何抗凝剂。
采用该技术，大鼠在摄食和饮水或体重增长方面与未采血的麻醉对照动物相比没有明显差异。此外，该法较眼球后采血所引起的病理变化更少。但是，麻醉可能仍然是一个限制性因素。
尾侧静脉：原则上该途径与跗外侧静脉相似，但倾向于获得较小的采血量(小鼠0.1–0.15 ml；处于暖和条件下的大鼠最高可达2ml)。可以通过注射器/针头或刺穿尾侧静脉采血。由于勿需麻醉，这使得该途径特别适用于重复采血。有必要使血管扩张以促进血流，可以将动物暴露于37°C的温度中共5–8 min或加热尾部。该方法损伤很小，基本不会影响动物健康，但在加热时必须严密监测动物的不适症状。
颅大静脉：小型猪可以用绳套固定或将其前肢后缩固定于其背部。农业上有时采用的其它方法(捆绑嘴部、捆绑猪躯干、通过后肢悬吊)会引起动物紧张，因此不适用于实验动物，因为会对研究的科学性产生潜在的不利影响。为避免损伤迷走神经，应将针头插入颈部右侧，胸骨柄旁，以30–45°角向左肩方向进针。当针头进入血管的时候通过取样器可以觉察到破裂的感觉，然后可以轻易地采集到血样。该方法亦被用来作连续性静脉穿刺，但抽出针头后穿刺部位形成血肿，因此在不要求每周频繁采血的情况下，该方法为一种最佳候选程序。
尾尖切断术(断尾法):该技术通常用于大鼠和小鼠，采血量为0.1–0.2ml。切断术应仅限于尾尖(每次0.5–1mm应当足够，随试验需要最多只能切除5mm)，通过去除血凝块可在短期内重复采血。可明显缩短尾部(如＞5mm)的连续性切断术不能被接受。该技术不适合老龄动物。建议对动物进行麻醉。
心脏穿刺：该方法通常在麻醉条件下进行，在过去由于缺乏替代途径，因此被用于对小型啮齿类动物采血。但是，现在有其它方法可供利用，并且由于潜在性疼痛和致命性后遗症，如心包出血以及心脏压塞，因此该技术应仅用于末期采血。
眼球后静脉丛：研究者过去普遍采用眼球后采血途径，但会引起的不良反应。因为这些不良反应及其潜在的严重性，因此该方法所涉及到的利害关系正日渐突出。但是，最近已开发出其它符合科学性要求的方法，由此改善了动物福利。然而，技术小组感到在新方法的上下文中应详细回顾眼球后采血的优势和缺点。
对于所有种属的静脉丛采血均应该在常规麻醉条件下进行，在某些国际注册中要求对动物进行麻醉。大
量工作者对该方法均进行了详尽的描述。
仅有少量有关简化该方法的研究工作被公开。作为穿透结膜的最佳方法以尽量减轻组织损伤的途径(从腹侧、背侧和上方进入大鼠眼球)已有所讨论。在同一部位的两次采血之间必须有2周间隔期以使损伤组织可以在大多数情况下恢复，但这并不意味着动物在完全恢复前的早期不会经历某些不适。然而某些研究已表明重复眼窝采血不会长期影响动物的昼夜节律或眼窝组织结构(如这两篇文献中的研究均表明任何组织损伤均痊愈)，其它研究发现了组织变化、异常临床表现和明显不适，从而出现人道立场不得不处死动物从而给研究工作带来损失。该方法还存在其它严重的潜在性不良反应：
(i)引起血肿和眼压过高的眼球后出血，必定会使动物感到疼痛；
(ii)任何为止血而施加的压力(如压迫眼部)或来源于血肿的压力均能导致角膜溃疡、角膜炎、角膜翳形成、眼球破裂和小眼畸形；
(iii)视神经和其它眼窝内结构损伤可导致视力降低甚至失明；
(iv)毛细管引起眼眶脆骨骨折和神经损伤；伴玻璃体液丢失的眼球自身穿通伤。
许多这些位于眼窝深处的有害后遗症可能仍然未被发现。有害副作用的发生率差异似乎介于1%和2%之间，但出于所采用的技术不同，该发生率可能远高于此，即使是经验丰富的实验操作人员(见参考文献55中的表1)。
穿刺频率
尽量减少穿刺次数从而取得良好的科学性数据这一点非常重要。不应使用同一穿刺部位，如沿着静脉采用不同的穿刺点。
套管
对于重复取血而言这是一项非常重要的技术。在短期(工作日)采血中可使用临时性套管如蝶形针和套管针，然而对于长期取血而言，有必要通过外科手术植入生物排斥性套管。这些方法允许重复采血，且尽量减轻了动物的痛苦和不适。也可利用皮下静脉输液港的作用，植入该装置的动物可与其同类呆在一起，但应该强调的是，该方法存在如下大量潜在性问题：
(i)外科手术技巧为基本要求，必须在无菌条件下进行以使动物长期性保持良好的状态及避免并发症如感染。血凝块频繁出现并可能影响采血和延长药物的输液时间；
(ii)可能有必要固定动物或单独饲养以防止套管脱落或引起刺痛，这就是在长期采血中首选套管法的原因； (iii)长期植入套管后，可出现血管渗透且动物亦可能因此沿植入的套管而长出自身的套管。 麻醉
在BVA/FRAME/RSPCA/UFAW的首次报告中给出了某些关于不同的麻醉对脾被膜(有该组织存在的情况下)肌细胞的影响程度的评论以及其它有助于采血的方法。对于小型实验室哺乳动物的采血，值得注意的是联用芬太尼和氟阿尼酮(麻醉药Hypnorm)加或不加咪达唑伦(镇静药Hypnovel)在所有种属中均明显引起外周血管扩张。尽管这有利于采血，但亦更容易出现采血后血肿，因此应特别注意止血。应考虑使用局麻药。
结论和建议
对所有动物种属的采血现在均有一定的替代性方法，特别是较小的啮齿类动物，而在过去不易做到。此外，某些方法需要麻醉或有害副作用的发生率较高，可能严重影响动物的福利，特别是要求重复取血时。因此我们提出如下建议：
(i)推荐的对所有啮齿类动物采血的途径为尾侧静脉、舌下静脉和跗外侧静脉，家兔采用耳缘静脉、耳中央动脉和颈静脉；
(ii)眼球后采血并恢复仅适用于无法采用其它途径时； (iii)心脏采血仅作为终末处死动物时在麻醉条件下进行。
最后，我们想强调的是在所有与动物有关的实验过程中，加强培训和人员的能力对于成功采血、最小化组织损伤以及对于动物的健康和福利是至关重要的。
参考文献
表1 符合良好规范的给药体积(以及可能的最大给药体积)a
种属
经口
小鼠 大鼠 家兔 犬 短尾猴 绒猴 小型猪
a
给药途径和体积(ml/kg-1)
皮下 10(40) 5(10) 1(2) 1(2) 2(5) 2(5) 1(2)
腹腔 20(80) 10(20) 5(20) 1(20)
cc
肌肉 0.05b (0.1)b 0.1b(0.2)b 0.25(0.5) 0.25(0.5) 0.25(0.5) 0.25(0.5) 0.25(0.5)
静脉内(团注)
5 5 2 2.5 2 2.5 2.5
静脉内(缓慢注射)
(25) (20) (10) (5)
c
10(50) 10(40) 10(15) 5(15) 5(15) 10(15) 10(15)
(10) (20)
(10) (5)
1(20)
：对于非水性注射液，在再次给药前应考虑吸收时间。每日所使用的肌肉注射部位应不超过两个。皮下注射
部位不包括给予弗氏佐剂。
b
：每个部位的注射体积以毫升表示。 ：无可用数据。
表2. 重复静脉内输液: 给药体积/速度(以及可能的最大给药体积/速度)a
C
每日输液时间 每日总体积(ml/kg)
4小时
小鼠 大鼠
家兔b
犬 短尾猴 小型猪
Lc
20
Lc
20
Lc Lc